Chronische Einwirkung warmer Temperaturen führt bei Drosophila melanogaster zu einer geringen Spermienhäufigkeit und -qualität

Scientific Reports Band 13, Artikelnummer: 12331 (2023) Diesen Artikel zitieren

1443 Zugriffe

4 Altmetrisch

Details zu den Metriken

Die Temperatur beeinflusst die männliche Fruchtbarkeit in allen Organismen; Wie sich suboptimale Temperaturen auf die Spermatogenese bei Erwachsenen auswirken, ist jedoch noch nicht ausreichend erforscht. In einer kürzlich durchgeführten Studie zur Oogenese von Drosophila melanogaster beobachteten wir eine drastische Verringerung der Fruchtbarkeit erwachsener Männer, die warmen Temperaturen (29 °C) ausgesetzt waren. Hier zeigen wir, dass Männer bei 29 °C aufgrund geringer Spermienhäufigkeit und -qualität unfruchtbar werden. Die geringe Spermienhäufigkeit bei 29 °C ist nicht auf eine verringerte Anzahl von Keimbahnstammzellen oder Spermatiden zurückzuführen, da diese Zahlen zwischen 29 °C und der Kontrolltemperatur von 25 °C vergleichbar bleiben. Bemerkenswert ist, dass Männer bei kalten 18 °C und 29 °C eine ähnlich erhöhte Häufigkeit von Spermatidendehnungs- und Individualisierungsdefekten aufwiesen, was angesichts der hohen Spermienhäufigkeit und der männlichen Fruchtbarkeit, die bei 18 °C gemessen wurden, darauf hindeutet, dass die Spermatogenese eine hohe Toleranz gegenüber Dehnungs- und Individualisierungsdefekten aufweist . Interessanterweise nimmt die Spermienhäufigkeit bei 29 °C abrupt und ohne Anzeichen von Apoptose ab, wenn sie gegen Ende der Spermatogenese in die Samenblase übergehen, was auf die Eliminierung der Spermien durch einen unbekannten Mechanismus hindeutet. Schließlich befruchten Spermien von Männern bei 29 °C Eier weniger effizient und unterstützen Embryonen nicht über das erste Stadium der Embryogenese hinaus, was darauf hindeutet, dass eine schlechte Spermienqualität eine weitere Ursache für männliche Unfruchtbarkeit bei 29 °C ist.

Die Fortpflanzung reagiert in hohem Maße auf physiologische und externe Signale1,2,3 als Folge der Milliarden Jahre der Evolution – zunächst von Einzelzellen und später von mehrzelligen Organismen, die im Kontext sich ständig verändernder Umgebungen erfolgreich Nachkommen produzieren mussten4,5. Zu den unbeabsichtigten Auswirkungen schnell steigender Temperaturen aufgrund menschlicher Aktivitäten6 zählen jedoch auch negative Auswirkungen auf die Fortpflanzung vieler Organismen7,8,9,10,11,12,13,14,15. Die Auswirkungen auf Insekten sind angesichts ihrer begrenzten Fähigkeit zur Thermoregulierung11,12,13,14,15 und ihrer Bedeutung für die öffentliche Gesundheit sowie in wirtschaftlicher und ökologischer Hinsicht besonders besorgniserregend16.

Erhöhte Temperaturen haben gut dokumentierte negative Auswirkungen auf die männliche Fruchtbarkeit bei vielen Drosophila-Arten und anderen Insekten17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33 34. Beispielsweise führen Drosophila melanogaster-Larven, die sich bei 28–31 °C entwickeln, zu erwachsenen Männchen mit geringerer Fruchtbarkeit17,19,21,22,23,24,26,30,31,32,33,34, was ebenfalls der Fall ist für andere Drosophiliden20,25,27,29,35. Auch die kurzfristige Exposition erwachsener Drosophila-Männchen gegenüber Temperaturen über 37 °C verringert die Anzahl der Nachkommen36,37. Interessanterweise zeigte eine kürzlich durchgeführte Studie mit 43 Drosophila-Arten, dass Temperaturen, die zur Sterilität erwachsener Männer führen, ihre globale Verbreitung besser vorhersagen als tödliche Temperaturen, was die Schlüsselrolle unterstreicht, die die Spermatogenese für ökologische Prozesse spielen kann13. Insbesondere geht man davon aus, dass suboptimale Temperaturen (im Gegensatz zu extremen Temperaturen), die in Laborexperimenten verwendet werden, den Bedingungen des Klimawandels in freier Wildbahn näher kommen als solche mit extremen Temperaturen11,15. Trotz der großen Anzahl von Studien, die über Auswirkungen der Temperatur auf die männliche Fruchtbarkeit berichten15,22,24,26,27,28,29,31,33, bleibt unklar, wie sich die Exposition von Erwachsenen gegenüber chronisch suboptimalen Temperaturen auf die Spermatogenese bei Drosophila auswirkt.

Drosophila melanogaster ist ein leistungsstarkes System zur Untersuchung grundlegender Aspekte der Spermatogenese, die für viele Organismen, einschließlich anderer Insekten, von großer Bedeutung sind3,38,39,40. Die apikale Zone des Hodens beherbergt sich mitotisch teilende Keimbahnstammzellen (GSCs) und Spermatogonien41,42 (Abb. 1). Fünf bis neun GSCs rund um den Hub (eine somatische Nische) teilen sich asymmetrisch, um sich selbst zu erneuern und einen Gonialblast zu erzeugen, der sich wiederum viermal mit unvollständiger Zytokinese teilt, um eine Keimbahnzyste (umgeben von zwei somatischen Zystenzellen) zu bilden, die 16 Spermatogonien enthält entwickeln sich zu primären Spermatozyten38,43. Meiose und Spermiogenese (d. h. Spermiendifferenzierung) finden in der Zwischenzone statt41 (Abb. 1A). Primäre Spermatozyten durchlaufen zwei meiotische Teilungen, um Zysten mit 64 Zellen (d. h. 64 synzytiale haploide Spermatiden) zu erzeugen. Ihre Kerne unterliegen morphologischen Veränderungen von rund zu blatt-, kanu- und schließlich nadelförmig, wenn sie sich zu länglichen Spermatiden entwickeln (Abb. 1); Bei spätem Kanu werden Histone durch Protamine ersetzt39,40. Beispielsweise ist Protamin B (kodiert durch Mst35B) für die ordnungsgemäße Kernmorphologie unerlässlich44,45; Mst35B wird in runden Spermatozyten transkribiert, bleibt jedoch bis zum späten Kanu-Stadium translatorisch unterdrückt (Abb. 1B). Nach der Kernkondensation werden nadelförmige Spermatiden durch einen Caspase-abhängigen Prozess individualisiert, bei dem Individualisierungskegel auf Aktinbasis beteiligt sind, die unnötige Organellen und Zytoplasma entfernen und eine zystische Ausbuchtung bilden, während sie sich vom Kopf zum Schwanz bewegen, um die Überreste in einem Abfallbeutel zu entsorgen Ende der Zyste46,47. Nach der Individualisierung rollt sich das resultierende Sperma in der Endzone (auch als Coiling-Region bekannt)41,48 (Abb. 1) auf. Anschließend entrollen sich die Spermien und wandern in die Samenblase, wo sie bis zur Paarung aufbewahrt werden (Abb. 1). Wir haben kürzlich gezeigt, dass Männchen von Drosophila melanogaster, die als Erwachsene chronisch der suboptimalen Temperatur von 29 °C (im Gegensatz zur optimalen Temperatur von 25 °C) ausgesetzt waren, unfruchtbar werden49. Welche Spermatogeneseprozesse genau durch warme Temperaturen negativ beeinflusst wurden, blieb jedoch unbekannt.

Drosophila melanogaster Spermatogenese. (A) Vereinfachtes Hodendiagramm (nicht maßstabsgetreu), das verschiedene Stadien der Keimzellentwicklung zeigt, wobei die Keimzellkerne rot dargestellt sind. In der apikalen Zone (gelb) teilen sich Keimbahnstammzellen (GSCs) asymmetrisch und bilden Gonialblasten (nicht gezeigt), die sich weiter teilen, um miteinander verbundene Spermatogonien zu bilden (letztendlich in 16-Zellen-Zysten). In der Zwischenzone (blau) durchlaufen Zysten von 16 primären Spermatozyten die Meiose I und II, um 64-zellige Zysten haploider Spermatiden zu bilden, die eine Spermiogenese durchlaufen. Diese synzytialen Spermatiden beginnen sich zunächst zu verlängern, während ihre Kerne einer Chromatinverdichtung und morphologischen Veränderungen von rund zu blatt-, kanu- und schließlich nadelförmig unterliegen. Spermatiden werden mit Hilfe eines Aktin-basierten Komplexes (Magenta) individualisiert und bilden eine zystische Ausbuchtung; Am Ende der Individualisierung werden Organellen- und Zytoplasmareste in einem Abfallbeutel am Ende der Spermatidenschwänze entsorgt, und jedes Spermium ist von seiner eigenen Plasmamembran umgeben. In der Endzone (grau) rollen sich zunächst Bündel reifer Spermien zusammen und werden dann als abgewickelte Spermien freigesetzt, bevor sie zur Lagerung bis zur Befruchtung in die Samenblase (hellrosa) übertragen werden. (B) Bilder, die verschiedene Stadien der Spermatogenese veranschaulichen. Vasa (rot), Keimzellen; Fasciclin III (Cyan), Hub-Zellen; DAPI (weiß), Kerne; Phalloidin (Magenta), Aktin; GFP (grün), Protamin B (kennzeichnet Keimzellkerne ab dem späten Kanustadium) und Don Juan (kennzeichnet Spermienschwänze). In der apikalen Zone sind Hubzellen und GSCs gelb bzw. weiß umrandet. In der Endzone zeigt eine Pfeilspitze den Beginn des Bereichs mit aufgerollten Spermien an, während ein Sternchen auf abgewickelte Spermien hinweist. Maßstabsbalken, 20 μm.

Hier analysieren wir die Auswirkungen einer chronischen Exposition erwachsener Drosophila-Männchen gegenüber kalten oder warmen Temperaturen auf die Spermatogenese und zeigen, dass männliche Sterilität bei 29 °C durch eine verminderte Spermienproduktion und eine geringe Spermienqualität verursacht wird. Chronische Exposition von Männern gegenüber 18 °C (Kälte) verbesserte die GSC-Erhaltung, während Männer bei 25 °C und 29 °C ähnliche GSC-Werte aufwiesen. Überraschenderweise wiesen Männer sowohl bei 18 °C als auch bei 29 °C trotz der hohen Zystenzahl und Fruchtbarkeit bei 18 °C erhöhte Dehnungs- und Individualisierungsdefekte auf, was auf eine hohe Toleranz der Spermatogenese gegenüber dieser Art von Defekten hinweist. Bei 29 °C nahm die Spermienzahl zwischen der Endzone und der Samenblase drastisch ab, ohne Anzeichen einer Apoptose, was darauf hindeutet, dass die Spermien am Ende der Spermatogenese durch einen noch unbekannten Mechanismus eliminiert werden. Schließlich zeigen wir, dass die weniger Spermien, die nach chronischer Exposition von Männern gegenüber 29 °C produziert werden, von schlechter Qualität sind, was durch ihre geringere Befruchtungseffizienz und das Versagen bei der Unterstützung der Embryogenese über das Stadium 1 hinaus angezeigt wird. Unsere Ergebnisse bieten eine solide Grundlage für zukünftige Studien, die sich mit der Zelle befassen und molekulare Mechanismen, die den schädlichen Auswirkungen warmer Temperaturen auf die Produktion gesunder Spermien zugrunde liegen.

Wir haben zuvor gezeigt, dass Drosophila yw „Wildtyp“-Männchen, die 20 Tage lang bei 29 °C gehalten werden, nahezu 100 % steril sind49. Wir haben daher gefragt, wie schnell YW-Männchen ihre Fruchtbarkeit bei 29 °C verlieren und ob ein ähnlicher Verlust der Fruchtbarkeit bei 29 °C bei anderen „Wildtyp“-Stämmen beobachtet wird, nämlich w1118 und ProtB-GFP; dj-GFP (das GFP-markierte Spermien produziert; siehe Methoden). Wir inkubierten Paare zwei, sieben, 12 oder 17 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C und ersetzten dann die ursprünglichen Weibchen durch zwei Tage alte jungfräuliche Weibchen (zuvor bei 25 °C). zusätzliche dreitägige Inkubation bei 29 °C, also insgesamt fünf, 10, 15 oder 20 Tage Inkubation bei 29 °C für Männchen (Abb. 2A). Um die männliche Fruchtbarkeit zu beurteilen, haben wir die Schlupfraten der von diesen jungen Weibchen innerhalb der letzten 24 Stunden gelegten Eier bei 29 °C gemessen, wie zuvor beschrieben49. yw- und w1118-Männchen zeigten nach 10-tägiger Inkubation bei 29 °C einen drastischen Rückgang der Fruchtbarkeit im Vergleich zu Männchen bei der Kontrolltemperatur von 25 °C (Abb. 2B, C). Die Fruchtbarkeit von ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen war nach fünf und zehn Tagen leicht reduziert, und ein stärkerer Abfall wurde zu späteren Zeitpunkten bei 29 °C im Vergleich zu 25 °C beobachtet (Abb. 2D). Die männliche Fruchtbarkeit blieb bei 18 °C zu den meisten Zeitpunkten ähnlich oder höher als bei 25 °C, mit Ausnahme von ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen hatten nach 5 und 15 Tagen eine etwas geringere Fruchtbarkeit bei 18 °C im Vergleich zu 25 °C (Abb. 2B–D), was möglicherweise mit Stammunterschieden zusammenhängt26. Nichtsdestotrotz ist ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen waren zu allen Zeitpunkten bei 18 °C durchweg fruchtbarer als bei 29 °C (Abb. 2D). Diese Ergebnisse zeigen, dass eine chronische Einwirkung kalter Temperaturen die männliche Fortpflanzung zwar meist nicht beeinträchtigt, eine chronische Einwirkung warmer Temperaturen bei Männern jedoch innerhalb von fünf bis zehn Tagen zu einer erheblichen Verringerung ihrer Fruchtbarkeit führt.

Männer, die warmen Temperaturen ausgesetzt sind, werden unfruchtbar und haben Samenbläschen mit weniger Spermien. (A) Versuchsaufbau für Schlupfratenexperimente in (B–D). Die Paare wurden zwei, sieben, 12 oder 17 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C inkubiert. Anschließend wurden die ursprünglichen Weibchen durch zwei Tage alte jungfräuliche Weibchen (Pfeile) ersetzt und inkubiert (mit ursprünglichen Männchen). für drei weitere Tage bei 29 °C (Einzelheiten siehe Methoden). (B–D) Prozentsatz der von Weibchen innerhalb der letzten 24 Stunden nach der Inkubation mit yw (B), w1118 (C) oder w* gelegten Bruteier; ProtB-GFP; dj-GFP (D) Männchen. Die Anzahl der analysierten Eier wird über den Balken angezeigt. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM aus drei oder vier unabhängigen Experimenten dargestellt. *P < 0,05, **P < 0,01, ****P < 0,0001, einfaktorielle ANOVA unter Verwendung von 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2). (E) Samenbläschen mit unterschiedlicher Spermienhäufigkeit zur Veranschaulichung der in (F) quantifizierten Kategorien 0–10 Spermien, +, ++ und +++. DAPI (weiß), Kerne. Maßstabsbalken, 20 μm. (F) Häufigkeit von Samenbläschen in verschiedenen Spermienhäufigkeitskategorien von YW-Männchen, die fünf, 10, 15 oder 20 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C gehalten wurden. Die Anzahl der analysierten Samenbläschen wird in Balken angezeigt. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM aus vier unabhängigen Experimenten dargestellt. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001, Chi-Quadrat-Test mit 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2).

Der drastische Rückgang der männlichen Fruchtbarkeit bei 29 °C ließ uns fragen, ob weniger Spermien produziert würden. Wir haben daher die Spermienhäufigkeit in den Samenbläschen von YW-Männchen quantifiziert, die fünf, 10, 15 oder 20 Tage lang bei 18 ° C, 25 ° C oder 29 ° C gehalten wurden (Abb. 2E, F). Bei Männchen blieb die Spermienhäufigkeit bei 25 °C zu allen Zeitpunkten hoch, während Männchen bei 18 °C nach fünf Tagen eine geringere Spermienhäufigkeit aufwiesen, aber ab dem 10. Tag mit 25 °C-Kontrollen vergleichbar waren (Abb. 2F). Wenn die Männchen dagegen bei 29 °C inkubiert wurden, verringerte sich die Spermienzahl innerhalb von fünf Tagen deutlich, und nach 20 Tagen enthielten mehr als die Hälfte der analysierten Samenbläschen nur noch null bis zehn Spermien (Abb. 2F). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass eine verminderte Spermienproduktion teilweise die verminderte Fruchtbarkeit von Männern bei 29 °C erklärt.

Als nächstes fragten wir, ob Veränderungen der GSC-Zahlen in der apikalen Zone oder die Entwicklung von Spermatiden in der Zwischenzone (Abb. 1) für die verringerte Spermienproduktion bei 29 °C verantwortlich sein könnten. Wir haben die Anzahl der GSCs bei Männern gezählt, die fünf, 10, 15 oder 20 Tage lang bei unterschiedlichen Temperaturen gehalten wurden. Die GSC-Zahlen gingen bei Männern bei 25 °C oder 29 °C ähnlich schnell zurück, blieben jedoch im Laufe der Zeit bei 18 °C höher (Abb. 3A). Wir haben keinen proportionalen Unterschied in der Anzahl der Hub-Zellen beobachtet (Abb. 3B), was darauf hindeutet, dass Unterschiede in der GSC-Anzahl weitgehend unabhängig von Änderungen in der Nischengröße sind. Diese Ergebnisse stimmen mit unseren Ergebnissen für weibliche GSCs bei unterschiedlichen Temperaturen überein. Wir haben die Gesamtzahl der 64-Zellen-Zysten in jedem Stadium der Spermatidendifferenzierung (Abb. 3C) entlang der Zwischenzone quantifiziert und festgestellt, dass sie bei 25 °C und 29 °C ähnlich waren (Abb. 3D). Interessanterweise blieb die Anzahl der 64-Zell-Zysten bei 18 °C im Laufe der Zeit höher, möglicherweise teilweise als Folge höherer GSC-Zahlen (Abb. 3D; repräsentative Bilder von ProtB-GFP finden Sie auch in der ergänzenden Abbildung S1 in der Zusatzinformation 1; dj -GFP-Hoden bei verschiedenen Temperaturen). Insgesamt zeigen diese Ergebnisse, dass die geringere Spermienproduktion bei 29 °C nicht durch Veränderungen in der Anzahl der GSC oder sich entwickelnden Spermatiden verursacht wird.

Männer behalten bei kalten Temperaturen eine höhere Anzahl an Keimbahnstammzellen und 64-Zellen-Zysten. (A, B) Durchschnittliche Anzahl von GSCs (A) oder Hubzellen (B) pro Hoden bei YW-Männchen, die fünf, 10, 15 oder 20 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C gehalten wurden. Bilder zeigen Hodenspitzen von Männern bei 25 °C für 5 Tage. Fasciclin III (Cyan), α-Spektrin (Cyan), Fusome; Hub-Zellen; Vasa (rot), Keimzellen; DAPI (weiß), Kerne. GSC- und Hub-Zellen sind in (A) bzw. (B) dargestellt. Maßstabsbalken, 15 μm. Die Anzahl der analysierten Hoden ist in den Zusatzdaten S1 enthalten. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM aus vier unabhängigen Experimenten dargestellt. *P < 0,05, ***P < 0,001, Zwei-Wege-ANOVA mit Interaktion unter Verwendung von 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2). (C) Beispiele für 64-Zell-Zysten in verschiedenen Stadien der Spermiogenese aus Proben, die zur Quantifizierung in (D) verwendet wurden. DAPI (weiß), Kerne; Phalloidin (Magenta), Aktin; GFP (grün), Protamin B (kennzeichnet Keimzellkerne ab dem späten Kanustadium) und Don Juan (kennzeichnet Spermienschwänze). Maßstabsbalken, 10 μm. (D) Durchschnittliche Anzahl von 64-Zellen-Zysten pro Hoden in w*; ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen wurden fünf oder 15 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C gehalten. Die Anzahl der analysierten Hoden wird in Balken angezeigt. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM aus vier unabhängigen Experimenten dargestellt. **P < 0,01, ****P < 0,0001, einfaktorielle ANOVA unter Verwendung von 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2).

In Anbetracht der Tatsache, dass die Anzahl der 64-Zell-Zysten bei 29 °C nicht beeinträchtigt war, fragten wir uns, ob Defekte in der Spermiogenese für die verringerte Anzahl von Spermien in Samenbläschen verantwortlich sein könnten. Wir bemerkten atypische Spermatiden entlang der Hoden bei allen Temperaturen, einschließlich runder, blattförmiger und früher Kanustadien, die vorzeitig Protamin B exprimierten (d. h. „vorzeitiges ProtB“), Zysten mit „verstreuten Kernen“ und reife Spermien, die ungewöhnlich weiter vorne lokalisiert waren (Abb. 4A). ). Interessanterweise war der Gesamtprozentsatz der Hoden mit defekten Spermatiden bei Männern, die bei 18 °C oder 29 °C gehalten wurden, im Vergleich zu 25 °C signifikant erhöht (Abb. 4B), und die vorherrschenden Defekte waren „vorzeitiges ProtB“ und „verstreute Kerne“ ( Abb. 4C–E). Angesichts der normalen Spermienhäufigkeit bei 18 °C (Abb. 2E, F) deutet der ähnliche Anstieg der Anzahl von Hoden mit abnormalen Spermatiden bei 18 °C und 29 °C darauf hin, dass Spermatidendefekte den Rückgang der Spermien nicht vollständig erklären Häufigkeit in Samenbläschen von Männern, die chronisch 29 °C ausgesetzt sind, obwohl wir subtilere Unterschiede zwischen Defekten bei 18 °C und 29 °C nicht ausschließen können. Diese Ergebnisse zeigen außerdem, dass erwachsene Männer ein hohes Maß an Defekten bei der Spermiendifferenzierung tolerieren und gleichzeitig eine normale Spermienproduktion und Fruchtbarkeit aufrechterhalten können. Dementsprechend werden in der menschlichen Samenflüssigkeit häufig natürlich vorkommende Defekte während der Spermatogenese beobachtet50. Obwohl in einer anderen Studie berichtet wurde, dass die Fruchtbarkeit erwachsener Männchen von Drosophila bei 18 °C abnahm, wurden diese Fliegen auch bei 18 °C gezüchtet26, und es hat sich gezeigt, dass die Entwicklung bei 17 °C die Fruchtbarkeit erwachsener Tiere verringert34.

Eine chronische Exposition gegenüber 18 °C oder 29 °C führt zu einem höheren Auftreten von Spermiogenese-Defekten. (A) Bilder, die Beispiele einer normalen Spermatidenzyste (oberes Bild) oder von Spermatidenhaufen mit vorzeitiger Protamin-B-Expression oder verstreuten Kernen (mittleres Bild) oder abnormal lokalisierten reifen Spermien (unteres Bild) zeigen. DAPI (weiß), Kerne; Phalloidin (Magenta), Aktin; GFP (grün), Protamin B (kennzeichnet Keimzellkerne ab dem späten Kanustadium) und Don Juan (kennzeichnet Spermienschwänze). Maßstabsbalken, 20 μm. (B–E) Prozentsatz des Hodens von w*; ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen, die fünf oder 15 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C gehalten wurden, zeigten jegliche Defekte (B), vorzeitige Protamin-B-Expression in Rund-, Blatt- oder frühen Kanustadien (C), verstreute Kerne ( D) oder abnormal lokalisiertes Sperma (D). Die Anzahl der analysierten Hoden wird in Balken in (A) angezeigt. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM aus vier unabhängigen Experimenten dargestellt. *P < 0,05, **P < 0,01, ****P < 0,0001, einfaktorielle ANOVA unter Verwendung von 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2).

Um zu beurteilen, ob beim Transfer von der Zwischenzone in die Endzone bei 29 °C eine große Anzahl von Spermien eliminiert werden könnte, haben wir die Größe der Endzone bei Männern gemessen, die fünf oder 15 Tage lang unterschiedlichen Temperaturen ausgesetzt waren (Abb. 1, 5A). ). Die Fläche der Endzone war nach fünf Tagen bei allen Temperaturen vergleichbar (Abb. 5B). Nach 15 Tagen gab es bei Männern bei 25 °C oder 29 °C keinen signifikanten Unterschied in der Größe der Endzone (Abb. 5B). Die Endzone war bei Männern bei 18 °C größer (Abb. 5B), was mit ihrer größeren Anzahl an Spermatidenzysten übereinstimmt (Abb. 3C, D). Die normale Größe der Endzone bei Männern mit einer Temperatur von 29 °C (Abb. 5A, B) und die drastische Verringerung der Spermienhäufigkeit in ihren Samenbläschen (Abb. 2E, F) stützen die Schlussfolgerung, dass Spermien während ihres Übergangs zwischen der Endzone eliminiert werden Zone und der Samenblase.

Männer, die warmen Temperaturen ausgesetzt sind, haben normal große Endzonen und weisen in der apikalen Zone eine normale Anzahl apoptotischer Zellen auf. (A) Endzone im Hoden von aw*; ProtB-GFP; DJ-GFP männlich. Phalloidin (Magenta), Aktin; GFP (grün), Protamin B (Spermienkerne) und Don Juan (Spermienschwänze). Die Endzone ist wie bei der Quantifizierung gelb umrandet (siehe „Methoden“). Die Pfeilspitze zeigt den Beginn der Endzonenregion an, die spiralförmige Zysten enthält. Maßstabsbalken, 20 µm. (B) Durchschnittliche Endzonenfläche in w*; ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen wurden fünf oder 15 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C gehalten. Die Anzahl der analysierten Endzonen wird in den Balken angezeigt. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM aus drei unabhängigen Experimenten dargestellt. *P < 0,05, einfaktorielle ANOVA unter Verwendung von 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2). (C) Hodenspitze mit Zysten absterbender Spermatogonien (Pfeilspitzen). DAPI (weiß), Kerne; Apoptag (grün), sterbende Keimzellen; α-Spektrin (Magenta), Fusomen (dh spezialisierte Organellen, die in frühen Keimzellen vorhanden sind). Sternchen zeigt Hub an. Maßstabsbalken, 20 μm. (D) Anzahl der Apoptag-positiven Zysten pro Hoden von YW-Männchen, die fünf oder 15 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C inkubiert wurden. Die Anzahl der analysierten Hoden wird in Balken angezeigt. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM aus vier unabhängigen Experimenten dargestellt. Keine statistisch signifikanten Unterschiede, einfache ANOVA unter Verwendung von 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2).

Um zu testen, ob Spermien bei 29 °C durch Apoptose eliminiert werden, haben wir Hoden mit einem TUNEL-Assay (Apoptag) gefärbt, der DNA-Brüche zum Nachweis apoptotischer Zellen, einschließlich Spermien, markiert51. Wir beobachteten statistisch gesehen eine ähnliche Anzahl von Apoptag-positiven Zysten in der apikalen Zone (siehe Abb. 1) aller Hoden, unabhängig von der Temperatur, mit höheren Zahlen nach 15 Tagen im Vergleich zu fünf Tagen (Abb. 5C, D). Tatsächlich werden apoptotische Keimzellen häufig in der mitotischen Zone beobachtet, da sie spontan eliminiert werden, bevor sie in die Meiose eintreten52,53. Im krassen Gegensatz dazu beobachteten wir in keinem der späteren Stadien (d. h. Zwischenzone, Endzone und Samenbläschen; siehe Abb. 1) Apoptag-positive Zysten in keinem der analysierten Hoden von Männern bei jeder Temperatur (n = 41–55 Hoden; siehe Abb. 5D). Diese Ergebnisse legen nahe, dass die Spermienausscheidung zwischen der Endzone und der Samenblase bei 29 °C über einen Apoptose-unabhängigen Mechanismus erfolgt, was die Verringerung der Spermienmenge am Ende der Spermatogenese erklärt.

Der starke Rückgang der männlichen Fruchtbarkeit bei 29 °C (Abb. 2A–D) lässt sich nur teilweise durch die Verringerung der Spermienhäufigkeit in ihren Samenbläschen erklären (Abb. 2E, F). Beispielsweise sind YW-Männchen, die 20 Tage lang bei 29 °C gehalten wurden, völlig steril (Abb. 2B), obwohl ein erheblicher Prozentsatz der Samenbläschen bei diesen Männchen noch Spermien enthält (Abb. 2F). Erhöhte Temperaturen können sowohl bei Säugetieren54,55 als auch bei Insekten27,35,56 zu einer verminderten Spermienmotilität führen. Wir haben daher getestet, ob Männer bei 29 °C Spermien aus ihren Samenbläschen auf Spermatheken (eines der Spermienspeicherorgane bei Frauen57) übertragen können, indem sie die grünen Spermien von ProtB-GFP nutzen; dj-GFP-Männer58. ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen wurden zwei, sieben, 12 oder 17 Tage lang bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C gehalten. Zwei Tage alte jungfräuliche YW-Weibchen wurden für drei weitere Inkubationstage bei 29 °C durch frühere Weibchen ersetzt (siehe Abb. 2A). Anschließend quantifizierten wir das Vorhandensein von Spermien in ihren Spermatheken. Fast alle Weibchen, die mit Männchen gepaart waren, die zuvor entweder bei 18 °C oder 25 °C (unabhängig vom Zeitpunkt) inkubiert wurden, hatten Spermien in einer oder beiden Spermatheken (Abb. 6A, B). Im Gegensatz dazu zeigten Weibchen, die mit 29 °C warmen Männchen gepaart waren, im Laufe der Zeit eine fortschreitende Verringerung der Spermien enthaltenden Spermatheken (Abb. 6B), was mit unseren Ergebnissen zur Spermienhäufigkeit der Samenbläschen übereinstimmt (Abb. 2E, F). Bemerkenswerterweise zeigten 100 % der Spermatheken mit Spermien unabhängig von der Temperatur eine normale Spermienmotilität (Ergänzungstabelle S1 und Ergänzungsfilme S1–S3 in Zusatzinformationen 1), was weiter darauf hindeutet, dass die Spermienübertragung von Männern zu Frauen nicht speziell von der Temperatur beeinflusst wird. Diese Ergebnisse schließen Probleme mit der Spermienmotilität oder -übertragung als mögliche Ursachen für den schweren Verlust der männlichen Fruchtbarkeit bei 29 °C aus.

Spermien von Männern, die warmen Temperaturen ausgesetzt sind, haben eine verringerte Befruchtungseffizienz und können die frühe Embryonalentwicklung nicht unterstützen. (A) Beispiele für Spermatheca-Paare, bei denen beide (linkes Feld), nur eines (mittleres Feld) oder keines (rechtes Feld) von w* übertragene Spermien enthalten; ProtB-GFP; DJ-GFP-Männchen, die zur Quantifizierung in (B) verwendet werden. GFP (grün), Protamin B (Spermienkerne) und Don Juan (Spermienschwänze); DAPI (blau), Spermatheca-Kerne. Pfeile zeigen Spermatheken an, die Spermien enthalten. Pfeilspitzen weisen auf leere Spermatheken hin. Maßstabsbalken, 50 µm. (B) Prozentsatz der Spermathekenpaare, bei denen keines, eines oder beide Spermatheken Sperma enthalten. Die Anzahl der analysierten Spermatheca-Paare wird in Balken angezeigt. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM aus vier unabhängigen Experimenten dargestellt. *P < 0,05, ****P < 0,0001, Chi-Quadrat-Test mit 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2). (C) Beispiele für 12-h-Sammeleier, die zur Quantifizierung in (D) verwendet werden. Zur Eisammlung wurden YW-Paare 17 Tage lang bei 25 °C oder 29 °C inkubiert. Anschließend wurden die ursprünglichen Weibchen durch zwei Tage alte jungfräuliche Weibchen ersetzt und (mit ursprünglichen Männchen) drei weitere Tage lang bei 29 °C inkubiert . Die Bilder zeigen ein unbefruchtetes Ei mit einer Rosette (im Quadrat umrandet und im Einschub vergrößert); Embryo im Stadium 1, der zwei Kerne enthält; Embryo im Stadium 2, der mehrere zentral gelegene Kerne enthält; totes, amorphes Material ohne erkennbare Kerne. Maßstabsbalken, 50 µm. (D) Prozentsatz der Eier aus der 12-Stunden-Sammlung, die unbefruchtete Eier, Embryonen im Stadium 1, Embryonen im Stadium 2 oder später oder totes Material darstellen. Die Anzahl der analysierten Embryonen wird in Balken angezeigt. Die Daten stellen ein großes Experiment dar. ****P < 0,0001 (für jede der vier Kategorien), Chi-Quadrat-Test mit 25 °C als Kontrolle (Ergänzende Informationen 2).

Als nächstes stellten wir die Hypothese auf, dass der Rückgang der männlichen Fruchtbarkeit, der über das hinausgeht, was auf eine verringerte Spermienhäufigkeit zurückzuführen ist, das Ergebnis einer schlechten Spermienqualität sein könnte (z. B. ineffiziente Befruchtung und/oder verringerte Fähigkeit, die Embryonalentwicklung zu unterstützen). Um diese Hypothese zu testen, inkubierten wir YW-Männchen (mit Weibchen) 17 Tage lang bei 25 °C oder 29 °C. Zu diesem Zeitpunkt wurden die ursprünglichen Weibchen durch zwei Tage alte jungfräuliche YW-Weibchen (zuvor bei 25 °C) ersetzt Inkubation für drei weitere Tage bei 29 °C (siehe Abb. 2A). Anschließend analysierten wir Eier, die innerhalb der letzten 12 Stunden bei 29 °C gesammelt wurden, auf Befruchtungsstatus und Embryonalentwicklung, indem wir DAPI zur Markierung der Kerne verwendeten (Abb. 6C). Unbefruchtete Eier wurden anhand der „Rosette“ identifiziert, die aus kondensierten weiblichen Vorkernen und Polkörperchen nahe ihrer Oberfläche besteht59,60. Sich entwickelnde Embryonen wurden wie beschrieben ins Stadium gebracht61,62; Stadium 1 beginnt beispielsweise nach der Befruchtung und endet, sobald die ersten beiden Zygotenteilungen abgeschlossen sind, während die Teilungen 3–8 im Stadium 261,62 stattfinden. Eier, die amorphes Material ohne erkennbare Kerne enthielten, wurden als „tot“ eingestuft. Ungefähr 3,5 % der Eier, die von Weibchen gelegt wurden, die mit Männchen bei 25 °C inkubiert wurden, hatten „Rosetten“, während diese Häufigkeit bei Weibchen, die mit Männchen bei 29 °C gepaart waren, auf 18 % stieg (Abb. 6C, D; Ergänzungstabelle S2 in Zusatzinformation 1). Dies deutet darauf hin, dass Spermien bei 29 °C die Eizellen weniger effizient befruchten. Bemerkenswerterweise enthielten alle verbleibenden Eier von Weibchen, die mit Männchen bei 29 °C inkubiert wurden, entweder Embryonen im Stadium 1 (16 %) oder waren „tot“ (66 %), während die meisten Kontrolleier Embryonen in verschiedenen Entwicklungsstadien enthielten (77 %) (Abb . 6C, D; Ergänzungstabelle S2 in Zusatzinformation 1). Diese Ergebnisse zeigen, dass Spermien von Männern, die 20 Tage lang bei 29 °C gehalten wurden, nicht in der Lage sind, die Embryogenese über Stufe 1 hinaus zu unterstützen.

Der anthropomorphe Klimawandel hat Naturkatastrophen, Wetterextreme und Umweltzerstörung6 verursacht und stellt ein großes Risiko für die Fortpflanzung vieler Organismen, einschließlich des Menschen, dar8,10. Insekten stehen aufgrund ihrer begrenzten Fähigkeit zur Thermoregulation vor einer größeren Herausforderung11,12,13,14,15. Tatsächlich haben subletale Temperaturen begonnen, die Insektenverteilung durch Auswirkungen auf ihre Fruchtbarkeit zu verändern, und diese Auswirkungen sind starke Prädiktoren für das Insektensterben11,13,14. Trotz der umfangreichen Literatur darüber, wie sich die Temperatur auf die Gametogenese von Larven auswirkt17,19,21,22,23,24,26,29,30,31,32,33,34 sind die zellulären Auswirkungen einer chronischen Exposition erwachsener Insekten gegenüber suboptimalen Temperaturen weitgehend geblieben unterbesetzt. Ergänzend zu unseren jüngsten Erkenntnissen darüber, wie sich die Temperatur auf die Oogenese bei Erwachsenen auswirkt49, zeigt diese Studie, dass eine chronische Kälteeinwirkung von Männern (18 °C) ihre Fruchtbarkeit nicht beeinträchtigt, während warme Temperaturen (29 °C) zu einer erheblichen Verringerung der Spermienhäufigkeit und -qualität führen (Abb. 7). Wir stellen fest, dass eine geringe Spermienhäufigkeit auf die Eliminierung von Spermien durch einen unbekannten Mechanismus am Ende der Spermatogenese (vor der Übertragung in die Samenbläschen) zurückzuführen ist und dass Spermien bei der Befruchtung von Eizellen ineffizient sind und die Embryonalentwicklung nicht unterstützen können. Unsere Ergebnisse bilden eine Grundlage für zukünftige Studien an Drosophila melanogaster, um die zellulären und molekularen Mechanismen zu untersuchen, die der Spermieneliminierung zugrunde liegen, und die Unfähigkeit von Spermien, den frühen Embryo zu unterstützen, wenn Männer chronisch warmen Temperaturen ausgesetzt sind.

Diese Ergebnisse tragen auch zu einem detaillierten Verständnis der Auswirkungen suboptimaler Temperaturen auf die Spermatogenese von Insekten im Allgemeinen bei. Beispielsweise verringern warme Temperaturen auch die Häufigkeit erwachsener Spermien und die Fruchtbarkeit eines anderen Insektenmodells, Tribolium castaneum28. Bei verschiedenen Drosophila-Arten und einer Wespenart führt die Einwirkung warmer Temperaturen im Larvenstadium dazu, dass spätere Erwachsene weniger Spermien in ihren Samenbläschen haben und die Fruchtbarkeit verringert29,31,35,63. Unsere neuen Daten ergänzen die jüngsten Diskussionen und unterstreichen die Dringlichkeit der Untersuchung, wie sich subletale Temperaturen auf die Insektenreproduktion auswirken6,11,13,14,15.

Über Insekten hinaus ist ein tieferes Verständnis darüber, wie die Spermatogenese von Drosophila melanogaster auf warme Temperaturen reagiert, möglicherweise auch für Säugetiere relevant. Obwohl Säugetiere warmblütig sind, sind sie anfällig für hohe Umgebungstemperaturen, Fieber, Hitzschlag und Thermoregulationsstörungen64,65. Hoden sind besonders empfindlich, da die Hodentemperatur normalerweise 2–4 °C unter der Kerntemperatur liegt, um eine optimale Spermatogenese zu gewährleisten50. Tatsächlich ist Hitzestress infolge des Klimawandels ein wesentlicher Faktor für eine verminderte Fruchtbarkeit und Produktion von Nutztieren, und eine Störung der Hoden-Thermoregulation durch Hitze verringert die Fruchtbarkeit und Samenqualität von Rindern drastisch66. Mehrere Studien an Mäusen, Ratten und Rindern haben gezeigt, dass väterlicher Hitzestress die Spermienhäufigkeit und die Schwangerschaftsrate verringert50,55,67,68,69. Beim Menschen haben hohe Temperaturen vielfältige Auswirkungen auf die Spermatogenese, darunter morphologische Veränderungen, verringerte Spermienzahl und erhöhte DNA-Schäden54,55,64,65,68,69,70,71,72. Zukünftige Studien, die spezifische Ergebnisse bei Drosophila und Säugetieren vergleichen, würden uns helfen, das Ausmaß der Gemeinsamkeiten bei der Art und Weise zu verstehen, wie verschiedene Systeme mit dem Stress erhöhter Temperaturen umgehen.

Eine wichtige Frage, die unsere Studien aufgeworfen haben, ist, wie Spermien zwischen der Endzone und der Samenblase als Reaktion auf warme Temperaturen bei Drosophila eliminiert werden. Unter normalen Bedingungen wurden Qualitätskontrollmechanismen vorgeschlagen, um defekte Spermatiden während der Verlängerung und Individualisierung46 oder des Aufrollens48 zu eliminieren. Bei warmen Temperaturen bleibt jedoch unklar, ob Spermien zufällig ausgeschieden werden oder ein dritter Qualitätskontrollmechanismus am Übergang zwischen Endzone und Samenblase wirkt.

Die niedrige Spermienqualität bei 29 °C könnte möglicherweise auf eine Reihe von Mängeln in frühen Ereignissen rund um die Befruchtung zurückzuführen sein73. Nach dem Eintritt und der Aktivierung der Spermien muss der nadelförmige, protaminreiche und hochkondensierte Spermienkern in einen männlichen Vorkern umgewandelt werden, der zur DNA-Replikation fähig ist. Dieser Prozess beinhaltet die Entfernung von Protaminen, gefolgt vom Zusammenbau väterlicher genomweiter Nukleosomen aus mütterlichen Histonen und Nukleosomen-Zusammenbaufaktoren. Histonacetylierungs- und -methylierungsmarkierungen sind auch unterschiedlich entlang der väterlichen und mütterlichen Chromosomen verteilt, und der Zusammenbau der männlichen Vorkernhülle erfolgt durch den Beginn der Vorkernmigration73. Spermienzentriolen erzeugen in Kombination mit perizentriolarem Material aus der Eizelle zygotische Zentrosomen, die für die Bildung der Spermienaster entscheidend sind, die wiederum für die Wanderung des weiblichen Vorkerns zum männlichen Vorkern erforderlich sind. Sobald die Vorkerne nebeneinander liegen, beginnt die erste Zygotenteilung und leitet den Übergang zu schnellen Embryonalzyklen ein73. Unsere Erkenntnisse, dass Spermien von Männern mit einer Temperatur von 29 °C nicht in der Lage sind, die Embryogenese über das Stadium 1 hinaus zu unterstützen, legen nahe, dass jeder dieser frühen Prozesse beeinträchtigt sein könnte, wenn sich Spermien bei warmen Temperaturen entwickeln. Zukünftige Studien, die frühe Ereignisse rund um die Befruchtung und bekannte molekulare Akteure sorgfältig untersuchen, werden von entscheidender Bedeutung sein, um den Grund für die schlechte Qualität von 29 °C warmen Spermien zu ermitteln. Ein tieferes Verständnis darüber, wie sich suboptimale Temperaturen auf die Insektenreproduktion auswirken, könnte den Weg für die Entwicklung und Einführung geeigneter Interventionen und die Verbesserung der öffentlichen Gesundheits-, Agrar- und Umweltpolitik ebnen.

Die Fliegenbestände wurden bei 21–23 °C auf Standardmedium gehalten, das 4,64 % (w/v) Maismehl, 5,8 % (v/v) Melasse, 1,74 % (w/v) Hefe und 0,93 % (w/v) Agar enthielt. y1 ac1 w1118 (hier als yw bezeichnet), w1118 und w*; ProtaminB-eGFP/CyO; dj-GFP/TM3, Sb158 wurden vom Bloomington Drosophila Stock Center (bdsc.indiana.edu) bezogen. Für die meisten Experimente wurden null bis einen Tag alte Erwachsene in Standardmedium, ergänzt mit Trockenhefe, fünf Minuten lang bei 18 °C (± 0,5), 25 °C (± 0,5) oder 29 °C (± 0,5) inkubiert. 10, 15 oder 20 Tage bei ≥ 80 % Luftfeuchtigkeit in 12 Stunden: 12 Stunden Hell-Dunkel-Zyklen (Inkubatoren von Darwin Chambers), sofern nicht anders angegeben. Das Futter wurde gewechselt und Temperatur und Luftfeuchtigkeit wurden täglich überwacht.

Die männliche Fruchtbarkeit wurde anhand der Brutraten der Eier gemessen. Um die Schlupfraten zu messen, inkubierten wir 10 null bis einen Tag alte Männchen verschiedener Genotypen mit 10 jungen Weibchen für zwei, sieben, 12 oder 17 Tage bei 18 °C, 25 °C oder 29 °C in Fläschchen. Zwei Tage alte jungfräuliche YW-Weibchen (zuvor bei 25 °C) wurden dann durch die älteren Weibchen ersetzt und mit den ursprünglichen Männchen für drei weitere Tage bei 29 °C für insgesamt fünf, 10, 15 oder 20 Tage inkubiert Inkubation von jeweils einem Tag (siehe Abb. 2A) in perforierten Flaschen, die mit Melasse/Agarplatten verschlossen und mit einer dünnen Schicht feuchter Hefepaste bedeckt sind, wie zuvor beschrieben49. Um die Schlupfraten zu ermitteln, wurden die Eier während der letzten 24 Stunden der Inkubation bei 29 °C gesammelt. Etwa 100 Eier wurden in Zehnergruppen auf Melasseplatten gelegt, die in der Mitte einen Klecks Hefepaste enthielten, und in einer feuchten Kammer (abgedeckte Pyrexschale mit feuchten Papiertüchern) 24 Stunden lang bei 25 °C inkubiert. Die nicht geschlüpften Eier wurden gezählt und von der Gesamtzahl abgezogen, um die Anzahl der geschlüpften Eier zu berechnen. Daten aus drei (für yw- und w1118-Männchen) oder vier (für ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen) unabhängigen Experimenten wurden unter Verwendung einer Einweg-ANOVA (GraphPad Prism) mit 25 ° C als Kontrolle statistisch analysiert (Ergänzende Informationen 2).

Zur Analyse der Embryonalentwicklung wurden erwachsene Jungtiere wie oben beschrieben vorbereitet, mit der Ausnahme, dass die Eier in den letzten 12 Stunden der Inkubation bei 29 °C (nur für den 20-Tage-Zeitpunkt) gesammelt und sofort wie zuvor beschrieben74 verarbeitet wurden, mit geringfügigen Änderungen . Kurz gesagt, die Eier wurden mit destilliertem Wasser gespült und zwei Minuten lang mit 50 % Bleichmittel entchloriert. Nach dem Waschen mit destilliertem Wasser wurden sie zwei Minuten lang kräftig in Heptan:Methanol 1:1 geschüttelt. Nach drei Wäschen in Methanol wurden die Proben über Nacht bei 4 °C in Methanol fixiert und schrittweise in PBS (10 mM NaH2PO4/NaHPO4 und 175 mM NaCl (pH 7,4)) rehydratisiert. Nach fünfminütiger Inkubation in PBST (PBS plus 0,1 % Triton X -100) wurden Embryonen für die Mikroskopie in Vectashield mit DAPI (Vector Labs) montiert (siehe unten). Daten aus einem großen Experiment wurden einem Chi-Quadrat-Test (Microsoft Excel) unterzogen (Ergänzende Informationen 2).

Die Hoden wurden in Grace-Medium präpariert, 30 Minuten bei Raumtemperatur in Fixierlösung [5,3 % Formaldehyd (Ted Pella) in Grace-Medium] fixiert, gespült und dreimal jeweils 15 Minuten lang in PBST gewaschen. Nach einer Stunde Inkubation in Blockierungslösung [5 % normales Ziegenserum (MP Biochemicals) plus 5 % Rinderserumalbumin (Sigma) in PBST] wurden die Hoden über Nacht bei 4 °C in den folgenden in Blockierungslösung verdünnten Primärantikörpern inkubiert: monoklonaler Mausantikörper Anti-α-Spectrin (3A9) [Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB), 1:20]; monoklonales Maus-Anti-Fasciclin III (7G10) (DSHB, 1:50); und monoklonales Ratten-Anti-Vasa (DSHB, 1:20). Die Hoden wurden wie oben gespült und gewaschen und zwei Stunden lang bei Raumtemperatur mit Alexa Fluor 488- oder 568-konjugierten Sekundärantikörpern (Molecular Probes, 1:400) in Blockierungslösung inkubiert. Für die Spermiogeneseanalyse: Hoden aus ProtB-GFP; Erwachsene dj-GFP-Männchen wurden seziert, fixiert, gewaschen (wie oben) und 20 Minuten lang in 5 U/ml Phalloidin 568 (Invitrogen) in PBS bei Raumtemperatur inkubiert und stattdessen vor Licht geschützt. Spermatheken von YW-Weibchen, inkubiert mit ProtB-GFP; dj-GFP-Männchen wurden wie oben präpariert und fixiert. Alle Proben wurden gespült, zweimal jeweils 15 Minuten lang in PBST gewaschen und in Vectashield mit DAPI (Vector Labs) montiert. Alle Bilder wurden auf einem konfokalen LSM 900-System mit dem integrierten Airyscan 2-Detektor und dem entsprechenden Airyscan SR-Modus (ZEISS Microscopy) gesammelt und mit den standardmäßigen Airyscan Processing-Dienstprogrammen der ZEN Blue 3.5-Software (ZEISS Microscopy) verarbeitet, um hochauflösende Messwerte zu erzielen.

Das ApopTag Fluorescein Direct In Situ Apoptosis Detection Kit (S7160, Millipore Sigma) wurde wie zuvor beschrieben zur Identifizierung sterbender Zellen verwendet49,53. Daten aus vier unabhängigen Experimenten wurden einer einfaktoriellen ANOVA (GraphPad Prism) unterzogen, wobei 25 °C als Kontrolle verwendet wurden (Ergänzende Informationen 2).

Hub-Zellen wurden anhand einer Fasciclin III-positiven Färbung identifiziert, und GSCs wurden als Vasa-positive Zellen identifiziert, die den Hub unmittelbar umgeben42. Daten aus vier unabhängigen Experimenten wurden einer Zwei-Wege-ANOVA mit Interaktion (GraphPad Prism) unterzogen, wobei 25 ° C als Kontrolle verwendet wurden (Ergänzende Informationen 2). Die Gesamtzahl der 64-zelligen Zysten in allen Entwicklungsstadien (von runden bis nadelförmigen Spermatiden; siehe Abb. 3C) wurde entlang der Hoden gezählt. Die gleichen Hoden wurden zur Quantifizierung von Dehnungs- und Individualisierungsdefekten sowie fehllokalisierten reifen Spermien verwendet, wie in den Ergebnissen beschrieben. Daten aus vier unabhängigen Experimenten wurden einer einfaktoriellen ANOVA (GraphPad Prism) unterzogen, wobei 25 °C als Kontrolle verwendet wurden (Ergänzende Informationen 2).

Wir haben die Endzone anhand des Vorhandenseins gewundener Zysten am Anfang und der Grenze zu Samenbläschen am Ende identifiziert (siehe Abb. 5A und ergänzende Abb. S1 in Zusatzinformation 1). Wir haben die Endzone im mittleren optischen Abschnitt (für den größten Querschnitt) mithilfe der Freihandauswahl von ImageJ (Fidschi) umrissen und ihre Fläche mit dem Messwerkzeug gemessen. Daten aus drei unabhängigen Experimenten wurden einer einfaktoriellen ANOVA (GraphPad Prism) unterzogen, wobei 25 °C als Kontrolle verwendet wurden (Ergänzende Informationen 2).

Wir haben die Spermienhäufigkeit in Samenbläschen von mit DAPI gefärbten Hoden quantifiziert (siehe Abb. 2E). Um jedes Samenbläschen in eine bestimmte Kategorie (0–10, +, ++ oder +++) zu klassifizieren, haben wir jedes DAPI-gefärbte Samenbläschen in der gesamten Z-Ebene sorgfältig mit der 20-fachen Objektivlinse am konfokalen LSM 900 untersucht Mikroskop. In der Kategorie „0–10“ enthielten Samenbläschen 10 oder weniger Spermien (und beide „Seiten“ des Samenbläschenepithels wurden typischerweise in derselben Fokusebene beobachtet); In der Kategorie „+“ verfügten die Samenbläschen nicht über genügend Spermien, um den Raum zwischen beiden „Seiten“ des Samenbläschenepithels zu füllen (und kleinere Teile beider „Seiten“ des Samenbläschenepithels konnten im selben Fokus beobachtet werden Flugzeug); in der Kategorie „++“ gab es genügend Spermien, um den Raum zwischen beiden „Seiten“ der Samenblase vollständig auszufüllen, die Blase war jedoch noch nicht vollständig ausgedehnt; In der Kategorie „+++“ war die Samenblase so voll mit Sperma, dass sie sich ausbauchte und ein runderes Aussehen hatte. Zur Quantifizierung der Samenbläschen wurden Daten aus vier unabhängigen Experimenten einem Chi-Quadrat-Test (Microsoft Excel) unterzogen, wobei 25 ° C als Kontrolle verwendet wurden (Ergänzende Informationen 2).

Modell dafür, wie eine chronische Exposition gegenüber warmen, aber nicht kalten Temperaturen bei Drosophila melanogaster zur Unfruchtbarkeit erwachsener Männer führt. Die chronische Exposition erwachsener Männer gegenüber kalter (18 °C) oder warmer (29 °C) Temperatur erhöht das Auftreten von Spermatidenverlängerungs- und Individualisierungsdefekten trotz normaler Spermienhäufigkeit und -qualität bei 18 °C. Bei Männern ist die Anzahl der GSCs und 64-Zell-Zysten bei 18 °C höher als bei 25 °C. Im Gegensatz dazu werden Männer bei 29 °C aufgrund einer verringerten Spermienzahl und -qualität unfruchtbar. Die Spermienhäufigkeit wird bei 29 °C durch einen unbekannten, Apoptose-unabhängigen Prozess der Spermieneliminierung am Übergang zwischen der Endzone und der Samenblase verringert. Diese Spermienentfernung kann zufällig erfolgen oder einen Qualitätskontrollprozess darstellen.

Wir haben den Prozentsatz der Weibchen quantifiziert, bei denen beide Spermatheken Spermien hatten, nur eine Spermatheken Spermien hatten oder keine Spermatheken Spermien hatten; Jede Spermatheke mit weniger als 10 Spermien wurde als Spermatheke ohne Spermien betrachtet. Zur Beurteilung der Spermienmotilität wurden frisch präparierte Spermatheken auf einen Objektträger mit Grace-Medium übertragen und sofort mit einem AxioZoom.V16 (ZEISS Microscopy) sichtbar gemacht. Die Proben wurden mit Plan Z 1 × Objektiv, X-Cite Xylis-Lampe, 38 HE eGFP-Reflektor und Exc analysiert. 450–490 nm/Em. 500–550 nm Filter. Die Videos wurden mit Axio 712 mono über die Software ZEN Blue 3.5 (ZEISS Microscopy) aufgezeichnet. Zur Spermatheca-Quantifizierung wurden Daten aus vier unabhängigen Experimenten einem Chi-Quadrat-Test (Microsoft Excel) unterzogen, wobei 25 ° C als Kontrolle verwendet wurden (Ergänzende Informationen 2).

Alle Rohdaten dieser Studie sind auf Anfrage erhältlich.

Gaskins, AJ & Chavarro, JE Ernährung und Fruchtbarkeit: Ein Rückblick. Bin. J. Obstet. Gynäkologie. 218, 379–389 (2018).

Artikel PubMed Google Scholar

Albert Hubbard, EJ & Schedl, T. Biologie des Keimbahn-Stammzellsystems von Caenorhabditis elegans. Genetics 213, 1145–1188 (2019).

Artikel Google Scholar

Drummond-Barbosa, D. Lokale und physiologische Kontrolle der Keimbahnstammzelllinien in Drosophila melanogaster. Genetics 213, 9–26 (2019).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Martin, WF, Garg, S. & Zimorski, V. Endosymbiotische Theorien für den Ursprung von Eukaryoten. Philos. Trans. R. Soc. B Biol. Wissenschaft. 370, 20140330 (2015).

Artikel Google Scholar

Buckley, LB & Kingsolver, JG Entwicklung der thermischen Empfindlichkeit in wechselnden und variablen Klimazonen. Annu. Rev. Ecol. Entwicklung Syst. 52, 563–586 (2021).

Artikel Google Scholar

Masson-Delmotte, V. et al. IPCC, 2021: Zusammenfassung für politische Entscheidungsträger (Cambridge University Press, 2021). https://www.ipcc.ch/report/ar6/wg1/downloads/report/IPCC_AR6_WGI_Full_Report.pdf. https://doi.org/10.1017/9781009157896.001.

Kumar, M., Ratwan, P., Dahiya, SP & Nehra, AK Klimawandel und Hitzestress: Auswirkungen auf die Produktion, Reproduktion und Wachstumsleistung von Geflügel und seine Abschwächung durch genetische Strategien. J. Therm. Biol. 97, 102867 (2021).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Jensen, PM, Sørensen, M. & Weiner, J. Gesamtfruchtbarkeitsrate des Menschen, beeinflusst durch Umgebungstemperaturen sowohl in der gegenwärtigen als auch in früheren Generationen. Int. J. Biometeorol. 65, 1837–1848 (2021).

Artikel ADS PubMed Google Scholar

Mishra, SR Verhaltensbezogene, physiologische, neuroendokrine und molekulare Reaktionen von Rindern auf Hitzestress: Eine aktualisierte Übersicht. Trop. Anim. Gesundheitsprod. 53, 400 (2021).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Segal, TR & Giudice, LC Systematische Überprüfung der Auswirkungen des Klimawandels auf die reproduktive Gesundheit. Fruchtbar. Steril. 118, 215–223 (2022).

Artikel PubMed Google Scholar

Walsh, BS et al. Die Auswirkungen des Klimawandels auf die Fruchtbarkeit. Trends Ecol. Entwicklung 34, 249–259 (2019).

Artikel PubMed Google Scholar

González-Tokman, D. et al. Reaktionen von Insekten auf Hitze: Physiologische Mechanismen, Evolution und ökologische Auswirkungen in einer sich erwärmenden Welt. Biol. Rev. 95, 802–821 (2020).

Artikel PubMed Google Scholar

Parratt, SR et al. Temperaturen, die Männchen sterilisieren, passen besser zur globalen Artenverteilung als tödliche Temperaturen. Nat. Aufstieg. Änderung 11, 481–484 (2021).

Artikel ADS Google Scholar

van Heerwaarden, B. & Sgrò, CM Die thermischen Grenzen der männlichen Fruchtbarkeit sagen die Anfälligkeit für die Klimaerwärmung voraus. Nat. Komm. 12, 2214 (2021).

Artikel ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang, WWY & Gunderson, AR Die physiologische und evolutionäre Ökologie der thermischen Leistung von Spermien. Vorderseite. Physiol. 13, 505 (2022).

Google Scholar

Schowalter, TD, Noriega, JA & Tscharntke, T. Auswirkungen von Insekten auf Ökosystemleistungen – Einführung. Grundanwendung Ökologisch. 26, 1–7 (2018).

Artikel Google Scholar

Plough, HH & Strauss, MB Experimente zur Temperaturtoleranz von Drosophila. J. Gen. Physiol. 6, 167–176 (1923).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Young, WC & Plough, HH Über die Sterilisation von Drosophila durch hohe Temperatur. Biol. Stier. 51, 189–198 (1926).

Artikel Google Scholar

Alpatov, WW Eierproduktion bei Drosophila melanogaster und einige Faktoren, die sie beeinflussen. J. Exp. Zool. 63, 85–111 (1932).

Artikel Google Scholar

Dobzhansky, Th. Fruchtbarkeit bei Drosophila pseudoobscura bei verschiedenen Temperaturen. J. Exp. Zool. 71, 449–464 (1935).

Artikel Google Scholar

Kaliss, N. & Graubard, MA Der Einfluss der Temperatur auf die Eiablage bei Drosophila melanogaster. Biol Bull 70, 385–391 (1936).

Artikel Google Scholar

Frankel, AWK, Peters, U. & Meyer, GF Variation in der Fruchtbarkeit zweier Wildtyp-Stämme von Drosophila melanogaster meigen. Chromosoma 34, 113–128 (1971).

Artikel Google Scholar

Cohet, Y. & David, J. Kontrolle des Fortpflanzungspotentials von Erwachsenen durch präimaginale thermische Bedingungen. Oecologia 36, 295–306 (1978).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Rohmer, C., David, JR, Moreteau, B. & Joly, D. Hitzeinduzierte männliche Sterilität bei Drosophila melanogaster: Adaptive genetische Variationen zwischen geografischen Populationen und Rolle des Y-Chromosoms. J. Exp. Biol. 207, 2735–2743 (2004).

Artikel PubMed Google Scholar

Vollmer, JH, Sarup, P., Kærsgaard, CW, Dahlgaard, J. & Loeschcke, V. Hitze- und Kälte-induzierte männliche Sterilität bei Drosophila Buzzatii: Genetische Variation zwischen Populationen für die Dauer der Sterilität. Heredity 92, 257–262 (2004).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Ben-David, G., Miller, E. & Steinhauer, J. Die Individualisierung der Drosophila-Spermatiden ist empfindlich gegenüber Temperatur und Fettsäurestoffwechsel. Spermatogenesis 5, e1006089 (2015).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Porcelli, D., Gaston, KJ, Butlin, RK & Snook, RR Lokale Anpassung der Fortpflanzungsleistung bei thermischem Stress. J. Evol. Biol. 30, 422–429 (2017).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Sales, K. et al. Experimentelle Hitzewellen beeinträchtigen die Spermienfunktion und verursachen generationsübergreifende Schäden bei einem Modellinsekt. Nat. Komm. 9, 4771 (2018).

Artikel ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kirk Green, C., Moore, PJ & Sial, AA Einfluss von Hitzestress auf Entwicklung und Fruchtbarkeit von Drosophila suzukii Matsumura (Diptera: Drosophilidae). J. Insect Physiol. 114, 45–52 (2019).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Zwoinska, MK, Rodrigues, LR, Slate, J. & Snook, RR Phänotypische Reaktionen auf und genetische Architektur der Sterilität nach Exposition gegenüber subletalen Temperaturen während der Entwicklung. Vorderseite. Genet. 11, 1–12 (2020).

Artikel Google Scholar

Canal Domenech, B. & Fricke, C. Erholung von hitzebedingter Unfruchtbarkeit – Eine Studie über Reaktionen des Fortpflanzungsgewebes und Fitnessfolgen bei männlichen Drosophila melanogaster. Ökologisch. Entwicklung 12, e9563 (2022).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Rodrigues, LR et al. Schwankende Hitzebelastung während der Entwicklung legt Reproduktionskosten und mutmaßliche Vorteile offen. J. Anim. Ökologisch. 91, 391–403 (2022).

Artikel PubMed Google Scholar

David, JR et al. Männliche Sterilität bei extremen Temperaturen: Ein bedeutendes, aber vernachlässigtes Phänomen für das Verständnis der klimatischen Anpassungen von Drosophila. J. Evol. Biol. 18, 838–846 (2005).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Klepsatel, P., Girish, TN, Dircksen, H. & Gáliková, M. Die Fortpflanzungsfähigkeit von Drosophila wird durch optimale Entwicklungstemperatur maximiert. J. Exp. Biol. 222, 1–11 (2019).

Google Scholar

Araripe, LO, Klaczko, LB, Moreteau, B. & David, JR Männliche Sterilitätsschwellen bei einem tropischen kosmopolitischen Drosophiliden, Zaprionus indianus. J. Therm. Biol. 29, 73–80 (2004).

Artikel Google Scholar

Krebs, RA & Loeschcke, V. Auswirkungen der Exposition gegenüber kurzfristigem Hitzestress auf Fitnesskomponenten bei Drosophila melanogaster. J. Evol. Biol. 7, 39–49 (1994).

Artikel Google Scholar

Jørgensen, KT, Sørensen, JG & Bundgaard, J. Hitzetoleranz und die Auswirkung von leichtem Hitzestress auf die Fortpflanzungsmerkmale bei Drosophila Buzzatii-Männchen. J. Therm. Biol. 31, 280–286 (2006).

Artikel Google Scholar

Fuller, MT Spermatogenese. In The Development of Drosophila melanogaster (Hrsg. Bate, M. & Martinez Arias, A.) 71–147 (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1993).

Google Scholar

Renkawitz-Pohl, R., Hempel, L., Hollmann, M. & Schäfer, MA Spermatogenese. In Comprehensive Molecular Insect Science 157–177 (Elsevier, 2005).

Kapitel Google Scholar

Fabian, L. & Brill, JA Drosophila-Spermiogenese. Spermatogenesis 2, 197–212 (2012).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Bairati, A. Struktur und Ultrastruktur des männlichen Genitalapparats von Drosophila melanogaster Meig. Z. Zellforsch. Mikrosk. Anat. 76, 56–99 (1967).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Hardy, RW, Tokuyasu, KT, Lindsley, DL & Garavito, M. Das Keimwachstumszentrum im Hoden von Drosophila melanogaster. J. Ultrastruct. Res. 69, 180–190 (1979).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Greenspan, LJ, de Cuevas, M. & Matunis, E. Genetik der Erneuerung gonadaler Stammzellen. Annu. Pfr. Fr. Zellentwickler. Biol. 31, 291–315 (2015).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jayaramaiah Raja, S. & Renkawitz-Pohl, R. Ersatz von Histonen durch Drosophila melanogaster-Protamine und Mst77F während der Chromatinkondensation in späten Spermatiden und Rolle von Sesam bei der Entfernung dieser Proteine aus dem männlichen Vorkern. Mol. Zellbiol. 26, 3682–3682 (2006).

Artikel PubMed Central Google Scholar

Tirmarche, S. et al. Drosophila-Protamin-ähnliches Mst35Ba und Mst35Bb sind für die ordnungsgemäße Kernmorphologie der Spermien erforderlich, für die männliche Fruchtbarkeit jedoch entbehrlich. G3 Genes Genomes Genetics 4, 2241–2245 (2014).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Tokuyasu, KT, Peacock, WJ & Hardy, RW Dynamik der Spermiogenese in Drosophila melanogaster – I. Individualisierungsprozess. Z. Zellforsch. Mikrosk. Anat. 124, 479–506 (1972).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Arama, E., Agapite, J. & Steller, H. Caspase-Aktivität und ein spezifisches Cytochrom C sind für die Spermiendifferenzierung in Drosophila erforderlich. Entwickler Zelle 4, 687–697 (2003).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Tokuyasu, KT, Peacock, WJ & Hardy, RW Dynamik der Spermiogenese in Drosophila melanogaster – II. Wickelvorgang. Z. Zellforsch. Mikrosk. Anat. 127, 492–525 (1972).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Gandara, ACP & Drummond-Barbosa, D. Warme und kalte Temperaturen haben unterschiedliche Auswirkungen auf die Keimbahnstammzelllinie während der Oogenese von Drosophila. Entwicklung 149, dev200149 (2022).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Durairajanayagam, D., Agarwal, A. & Ong, C. Ursachen, Auswirkungen und molekulare Mechanismen von testikulärem Hitzestress. Reproduktion. BioMed. Online 30, 14–27. https://doi.org/10.1016/j.rbmo.2014.09.018 (2015).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Sharma, R., Iovine, C., Agarwal, A. & Henkel, R. TUNEL-Assay – Standardisierte Methode zum Testen der Spermien-DNA-Fragmentierung. Andrologia 53, e13738 (2021).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Yacobi-Sharon, K., Namdar, Y. & Arama, E. Der alternative Keimzelltodweg bei Drosophila umfasst HtrA2/Omi, Lysosomen und ein Caspase-9-Gegenstück. Entwickler Zelle 25, 29–42.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Hasan, S., Hétié, P. & Matunis, EL Nischensignale fördern das Überleben von Stammzellen im Drosophila testis über das JAK-STAT-Ziel DIAP1. Entwickler Biol. Rev. 404, 27–39 (2015).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

dos Hamilton, TRS et al. Bewertung der dauerhaften Auswirkungen von Hitzestress auf das Spermienprofil und den oxidativen Status von Widdersperma und Nebenhodensperma. Oxid. Med. Zelllänge. 2016, 1–12 (2016).

Artikel CAS Google Scholar

Xiao, L. et al. Einfluss der Umgebungstemperaturvariabilität auf die Spermienqualität: Eine retrospektive bevölkerungsbasierte Kohortenstudie. Wissenschaft. Gesamtumgebung. 851, 158245 (2022).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Chakir, M., Chafik, A., Moreteau, B., Gibert, P. & David, JR. Thermische Schwellenwerte für die männliche Sterilität bei Drosophila: D. simulans scheint kälteadaptierter zu sein als sein Geschwister D. melanogaster. Genetica 114, 195–205 (2002).

Artikel PubMed Google Scholar

Mayhew, ML & Merritt, DJ Die Morphogenese von Spermatheken und Spermathekaldrüsen in Drosophila melanogaster. Gliederfüßer. Struktur. Entwickler 42, 385–393 (2013).

Artikel PubMed Google Scholar

Yang, Y. & Lu, X. Spermienmotilität von Drosophila im Fortpflanzungstrakt. Biol. Reproduktion. 84, 1005–1015 (2011).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Doane, WW Abschluss der Meiose in unbefruchteten Eiern von Drosophila melanogaster. Science 1979(132), 677–678 (1960).

Artikel ADS Google Scholar

Freeman, M. & Glover, DM Die GNU-Mutation von Drosophila führt zu einer ungeeigneten DNA-Synthese in unbefruchteten und befruchteten Eiern. Genes Dev. 1, 924–930 (1987).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Bownes, M. Eine fotografische Studie der Entwicklung im lebenden Embryo von Drosophila melanogaster. Embryol. Exp. Morph. 33, 789–880 (1975).

ADS CAS Google Scholar

Campos-Ortega, JA & Hartenstein, V. Die embryonale Entwicklung von Drosophila melanogaster (Springer, Berlin, 1985). https://doi.org/10.1007/978-3-662-02454-6.

Buchen Sie Google Scholar

Nguyen, TM, Bressac, C. & Chevrier, C. Hitzestress beeinflusst die männliche Fortpflanzung bei einer Schlupfwespe. J. Insect Physiol. 59, 248–254 (2013).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Cheshire, WP Thermoregulationsstörungen und Krankheiten im Zusammenhang mit Hitze- und Kältestress. Auton. Neurosci. 196, 91–104 (2016).

Artikel PubMed Google Scholar

Evenson, DP, Jost, LK, Corzett, M. & Balhorn, R. Merkmale der Chromatinstruktur menschlicher Spermien nach einer Grippeepisode und hohem Fieber: Eine Fallstudie. J. Androl. 21, 739–746 (2000).

CAS PubMed Google Scholar

Capela, L., Leites, I., Romão, R., Lopes-da-Costa, L. & Pereira, RMLN Einfluss von Hitzestress auf die Qualität und Kompetenz von Rinderspermien. Tiere 12, 975 (2022).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Walters, AH, Saacke, RG, Pearson, RE & Gwazdauskas, FC Bewertung der Vorkernbildung nach In-vitro-Fertilisation mit Rindersperma, die nach thermischer Isolierung des Hodens gewonnen wurde. Theriogenology 65, 1016–1028 (2006).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Paul, C., Murray, AA, Spears, N. & Saunders, PTK Ein einzelner, leichter, vorübergehender Hitzestress im Skrotal verursacht DNA-Schäden, Unterfruchtbarkeit und beeinträchtigt die Bildung von Blastozysten bei Mäusen. Reproduktion 136, 73–84 (2008).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Robinson, BR, Netherton, JK, Ogle, RA & Baker, MA Hodenhitzestress, eine historische Perspektive und zwei Postulate, warum männliche Keimzellen hitzeempfindlich sind. Biol. Rev. 98, 603–622 (2023).

Artikel PubMed Google Scholar

Cataldo, L., Mastrangelo, M.-A. & Kleene, KC Unterschiedliche Auswirkungen von Hitzeschock auf die Translation normaler mRNAs in primären Spermatozyten, verlängerten Spermatiden und Sertoli-Zellen in Samenkanälchenkulturen. Exp. Zellauflösung 231, 206–213 (1997).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Setchell, BP Die Parks-Lehre Hitze und die Hoden. Reproduktion 114, 179–194 (1998).

Artikel CAS Google Scholar

Cai, H., Qin, D. & Peng, S. Reaktionen und Bewältigungsmethoden verschiedener Hodenzelltypen auf Hitzestress: Überblick und Perspektiven. Biowissenschaften. Rep. 41, BSR20210443 (2021).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Loppin, B., Dubruille, R. & Horard, B. Die intime Genetik der Drosophila-Befruchtung. Öffnen Sie Biol. 5, 150076 (2015).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Von Stetina, JR et al. α-Endosulfin ist ein konserviertes Protein, das für die meiotische Reifung der Eizellen in Drosophila erforderlich ist. Entwicklung 135, 3697–3706 (2008).

Artikel Google Scholar

Referenzen herunterladen

Wir danken dem Bloomington Stock Center (National Institutes of Health P400D018537) für Drosophila-Bestände und der Developmental Studies Hybridoma Bank für Antikörper. Wir danken den Mitgliedern des DD-B. lab für hilfreiche Diskussionen. Wir danken Rodrigo Nunes und Alicia Williams für die sorgfältige Lektüre des Manuskripts und hilfreiche Bearbeitungsvorschläge. Diese Arbeit wurde durch die Zuschüsse R01 GM069875 (DD-B.), R01 GM125121 (DD-B.) und R35 GM140857 (DD-B.) der National Institutes of Health (NIH) unterstützt. ACPG wird durch Mittel des Morgridge Institute for Research unterstützt.

Abteilung für Genetik, University of Wisconsin–Madison, Madison, WI, 53706, USA

Ana Caroline P. Gandara und Daniela Drummond-Barbosa

Morgridge Institute for Research, Madison, WI, 53706, USA

Ana Caroline P. Gandara und Daniela Drummond-Barbosa

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Konzeptualisierung: ACPG, DD-B.; Methodik: ACPG, DD-B.; Validierung: ACPG; Formale Analyse: ACPG; Untersuchung: ACPG; Schreiben – Originalentwurf: ACPG, DD-B.; Schreiben – Rezension und Bearbeitung: ACPG, DD-B.; Visualisierung: ACPG; Betreuung: DD-B.; Projektleitung: DD-B.; Fördermitteleinwerbung: DD-B.

Korrespondenz mit Daniela Drummond-Barbosa.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

Zusatzvideo 1.

Zusatzvideo 2.

Zusatzvideo 3.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die Originalautor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht gesetzlich zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Gandara, ACP, Drummond-Barbosa, D. Chronische Einwirkung warmer Temperaturen führt bei Drosophila melanogaster zu einer geringen Spermienhäufigkeit und -qualität. Sci Rep 13, 12331 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39360-7

Zitat herunterladen

Eingegangen: 18. April 2023

Angenommen: 24. Juli 2023

Veröffentlicht: 30. Juli 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39360-7

Jeder, mit dem Sie den folgenden Link teilen, kann diesen Inhalt lesen:

Leider ist für diesen Artikel derzeit kein Link zum Teilen verfügbar.

Bereitgestellt von der Content-Sharing-Initiative Springer Nature SharedIt

Durch das Absenden eines Kommentars erklären Sie sich damit einverstanden, unsere Nutzungsbedingungen und Community-Richtlinien einzuhalten. Wenn Sie etwas als missbräuchlich empfinden oder etwas nicht unseren Bedingungen oder Richtlinien entspricht, kennzeichnen Sie es bitte als unangemessen.